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"MEDIOS DE CULTIVO"

DEFINICIÓN
1. Conjunto de nutrientes, factores de crecimiento que crean condiciones necesarias para el desarrollo de microorganismos.
CUIDADOS EN LA PREPARACIÓN
1. Disolución del medio de cultivo:
  1. 1) Medir agua en probeta lo más exacto posible.
  2. 2) Agregar polvo al matraz, usando un cono de papel como embudo.
  3. 3) Pesar la cantidad de polvo señalada en etiqueta de frasco.
  4. 4) Pesar correctamente en balanza analítica.
  5. 5) Al calentar matraz con polvo, para evitar un derrame, agitar la superficie de burbujas del cuello del matraz.
2. Al envolver
  1. 1) Tubos con tapón de rosca no se envuelven.
  2. 2) No dejar agujeros en el papel para evitar que entre algún microbio.
3. En el vaciado (cajas de Petri):
  1. 1) Formar un área estéril en mesa de trabajo flameándola con mechero bunsen (calor seco).
  2. 3) Antes de vaciar el medio en las cajas de Petri, flamear la boca del matraz Erlenmeyer para evitar contaminación.
  3. 2) Dejar prendidos 2 mecheros Fisher para un área estéril.
  4. 5) Dejar cuajar los medios sin moverlos para evitar formación de rugosidades o bordes.
  5. 7) Evitar corrientes de aire (cerrar puertas y ventanas).
  6. 6) No hablar durante el vaciado.
  7. 4) Vaciar el medio cuidando no formar burbujas. Si quedan, tronarlas con asa estéril y caliente o la flama directa del mechero.
  8. 8) Los caldos y medios sólidos pueden conservarse a temperatura ambiente, para reducir su deshidratación conservarlos a 4ºC.
4. Al esterilizar:
  1. 1) Antes de su esterilización los medios líquidos se reparten en recipientes (tubos, placas, etc.)
  2. 2) Dejar destapada una pequeña parte de la caja mientras está evaporando para evitar condensación del agua.
  3. 3) No cerrar completamente el tapón de rosca para que el vapor entre al tubo y esterilice el medio.
  4. 4) No abrir nunca la autoclave si no ha terminado completamente.
  5. 5) Sacar los materiales del equipo usando guantes de asbesto y lentes.
  6. 6) Una vez fuera de la autoclave cerrar la tapa del tubo o placa para evitar contaminación.
CLASIFICACIÓN
1. Estado Físico:
  1. Incluye agente solidificante, en tubos de ensayo y cajas de Petri.
    2. Sólidos:
  2. Gelatinosos, usados para ver el movimiento de microorganismos
    2. Semisólidos:
  3. Caldos, en tubos de ensayo, usados para toma de muestra inicial para el desarrollo de microorganismos.
    2. Líquidos:
2. Origen o Composición
  1. Composición conocida cuali y cuantitativamente.
    1. Sintéticos:
  2. Se les añaden factores de crecimiento, ejemplo: extracto de levadura.
    1. Semisintéticos:
  3. No se conoce su composición y preparados a partir de sustancias naturales.
    1. Naturales:
3. Uso en el Laboratorio
  1. Da enriquecimiento a los primeros microorganismos, esperando que se desarrolle.
    1. Enriquecidos:
    2. 1. Agar Sangre (AS)
      2. Agar Nutritivo (AN)
  2. Contienen componentes que permiten el desarrollo de un tipo microbiano e inhiben el crecimiento de los demás.
    1. Selectivos:
    2. 1. Caldo bilis verde brillante (coliformes totales)
      2. Agar cetrimida (Pseudomonas)
  3. Diferenciar el crecimiento de gram+ / gram-
    1. Diferenciales:
    2. 1. Agar almidón
      2. Agar cromogénico para Candida
PREPARACIÓN
1. En Tubo
  1. CÁLCULOS
    1. CANTIDAD QUE LLEVA CADA MEDIO EN TUBO:
      1. Cada tubo lleva 10 ml, por lo tanto: 10 ml x 10 placas = 100 ml de agua + 15 ml exceso = 115 ml de Agua destilada (medir en probeta)
        PROCEDIMIENTO
        1) Lavar instrumental.
        2) Pesar el polvo.
        3) Colocar agua destilada en un Erlenmeyer.
        4) Agregar el polvo pesado al matraz.
        5) Agitar y calentar hasta disolver grumos (no llegar a una ebullición).
        6) Distribuir en los tubos de ensaye.
        7) Envolver y esterilizar los tubos en autoclave.
      2. 10 ml gelosas inclinadas y horizontales (sólidos)
      3. 3 a 5 ml caldos (líquidos)
      4. 3 a 5 ml gelatinas (semisólidos)
2. En Placa
  1. CÁLCULOS
    1. Cada caja lleva 30 ml, por lo tanto: 30ml x 12 placas = 360 ml de agua + 20 ml (exceso) = 380 ml de agua destilada (medir en probeta).
      1. PROCEDIMIENTO
        9) Dejar cuajar y guardar las placas en refrigeración de forma invertida y selladas con cinta masking.
        1) Lavar y secar instrumental.
        5) Agitar y calentar hasta disolver grumos (no llegar a una ebullición).
        2) Pesar el polvo (medio de cultivo).
        6) Envolver para esterilizar (cajas y matraz con medio).
        3) Colocar agua en un Erlenmeyer.
        8) Vaciar a las cajas de Petri.
        7) Esterilizar en autoclave.
        4) Agregar el polvo pesado al matraz.
4F QI Mireles Rojas Aarón Fernando
INSTRUMENTAL GENERAL
1. 12 cajas de Petri
2. Mechero bunsen o Fisher
3. Vidrio de reloj
4. Espátula
5. 10 tubos de ensayo
6. Matraz Erlenmeyer
7. Tripié
8. Tela de asbesto
9. Varilla de vidrio
10. Asa de platino
11. 1 probeta graduada
12. Algodón y papel craft
13. Guante de asbesto
14. Franela
15. Piseta
16. REACTIVOS:
  1. EQUIPO:
    1. Autoclave
    2. Balanza analítica
    3. Campana de flujo laminar
  2. Medio de cultivo a preparar
  3. Cinta testigo
  4. Agua destilada

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