La tinción hematoxilina-eosina corresponde a la mezcla de
hematoxilina y eosina. La tinción hematoxilina y eosina es el
método más popular de tinción utilizado en histología y medicina
diagnostica.
El método supone la aplicación de la tinción de hematoxilina, que tiñe estructuras
acidas (basófilas) en tonos azul y purpura, y el uso de eosina que tiñe componentes
básicos (acidófilos) en tonos de color rosa.
HEMATOXILINA
Es un producto natural que al ser oxidado constituye una substancia de color morado
oscuro denominado hemateína.
Se utiliza en histología para teñir los componentes aniónico (ácidos) de los tejidos, a los que da una
coloración violeta. Tiñe intensamente los núcleos de las células, dado que estos contienen ácidos
nucleicos ricos en radicales ácidos.
Tal como se obtiene de la planta e incluso luego de sufrir el proceso de oxidación, su capacidad de
tinción es muy limitada. Por lo tanto, debe combinarse con iones metálicos, especialmente las sales de
hierro (III) o aluminio (II), que actúan como mordientes.
Si bien la hematoxilina es una sal neutra ser denominada como un colorante básico, ya que el
componente cromógeno reside en el complejo catiónico (básico) de la misma. Es de notar que la
tinción histológica por hematoxilina no indica tanto la constitución química de los componentes
celulares, sino la densidad de cargas eléctricas negativas de los mismos.
EOSINA
Se trata de una solución de eosina. Colorante ácido. Utilizado como colorante de contraste de la
hematoxilina en la tinción Hematoxilina-Eosina.
Es el colorante ácido más ampliamente usado, debido a que con una diferenciación adecuada, puede
teñir citoplasmas de diferentes tipos de células y teñir diferentes tipos de fibras del tejido conectivo.
Hay varios tipos de eosinas, todas
ellas son xantenos y de ellas la
más común es la Eosina
Y ó simplemente eosina, que es soluble en agua y alcohol. Se usa en bajas concentraciones :
0.5 a 1.0 % en agua destilada.
La tinción con Eosina ocurre en el frasco respectivo y en los siguientes frascos con alcohol ocurre una
leve diferenciación (extracción del exceso de colorante).
PROCEDIMIENTO/TPECNICA
Sumergir los preparados histológicos en sustituto de xilol para eliminar los excesos de parafina
(importante: el xileno es un hidrocarburo aromático derivado del benceno; no es un alcohol, y es muy
tóxico y cancerígeno), el NEO-CLEAR ejerce la función de aclarante de parafina sin la toxicidad de xilol.
• Luego pasan por una serie de alcoholes etanol en concentración creciente para rehidratar la muestra
70%, 80%, 90% y 100%.
• Se lava en agua para eliminar exceso de alcohol etanol.
• Se sumerge en hematoxilina por 5 minutos.
• Luego se lava en agua para eliminar excesos.
• Se pasa rápidamente por alcohol ácido (sumergir).
• Se lava nuevamente en agua corriente, chorro débil.
Se pasa rápidamente por agua amoniacal o alcohol amoniacal (sumergir) hasta alcanzar un
azulamiento.
Se pasa por otra serie de alcoholes, esta vez en orden creciente (70°, 95° y 100°).
• Se sumerge 4 o 5 minutos en eosina.
• Se lava nuevamente en agua corriente, chorro débil.
• Se pasa por otra serie de alcoholes, esta vez en orden creciente (70°, 95° y 100°) para deshidratar la
muestra y que se puede realizar el montaje con un pegamento no soluble en agua.
• Finalmente se deja remojar 15 inmersiones en 2 sustitutos de xilol, antes de realizar el montaje final.
HISTOQUÍMICA
Incluiremos dentro de las técnicas histoquímicas a aquellas que supongan una reacción química en la
que intervienen moléculas pertenecientes al propio tejido (trataremos la detección de glúcidos
mediante lectinas y la inmunohistoquímica en apartados diferentes a éste, aunque algunos autores las
incluyen como técnicas histoquímicas).
El objetivo de la histoquímica es poner de manifiesto una molécula o familia de moléculas presentes en
una sección histológica y estudiar su distribución tisular "in situ".
Vamos a dividir las técnicas histoquímicas en dos grupos: reacciones químicas e histoquímica
enzimática.
Las reacciones químicas consisten en la modificación química de moléculas del tejido para
posteriormente poder colorearlas.
Existen técnicas histoquímicas para detectar glúcidos, proteínas y nucleótidos. La técnica histoquímica
más empleada es la reacción de PAS (Periodic Acid Schiff).
Se utiliza para la detección de hidratos de carbono, libres o conjugados, cuando están en cantidades
relativamente grandes en los tejidos.
La modificación química del tejido consiste en la oxidación mediante el ácido periódico de los enlaces
entre los carbonos próximos que contienen grupos hidroxilos.
Esto provoca la formación de grupos aldehídos que serán reconocidos por el reactivo de Schiff, el cual
se combinará con ellos para dar un color rojizo brillante.
La histoquímica enzimática o histoenzimología se basa en la capacidad que tienen algunos enzimas del
tejido de mantener funcional su centro activo tras el proceso de fijación.
Estos enzimas y las células que los poseen se ponen de manifiesto mediante una reacción enzimática
que convierte a unos sustratos solubles e incoloros en productos insolubles y coloreados.
Los sustratos son específicos para el enzima y los productos se depositan en el lugar preciso donde se
produjo la reacción, es decir, donde se localiza el enzima.
Hay que tener en cuenta que cuando queremos detectar una actividad enzimática es recomendable no
incluir el material en medios como la parafina puesto que la deshidratación y la temperatura elevada
pueden dañar la conformación de la enzima y por tanto la actividad de su centro activo.
Las enzimas que se pueden detectar son variadas como las peroxidasas, fosfatasas, deshidrogenasas,
diaforasas, acetilcolinesterasa, etcétera